Создание иммунохимических систем для определения скелетных изоформ тропонина и человека

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Доступ платный или только для подписчиков

Аннотация

Тропонин И (ТнИ) наряду с тропонином С (ТнС) и тропонином Т (ТнТ) входит в состав тропонинового комплекса – белка тонких филаментов поперечнополосатой мышечной ткани, играющего ключевую роль в регуляции мышечного сокращения. В организме человека ТнИ представлен тремя изоформами: сердечной, которая синтезируется только в миокарде, и быстрой и медленной скелетными, которые синтезируются в мышечных волокнах быстрого и медленного типов соответственно. Скелетные изоформы ТнИ могут быть использованы в качестве маркеров повреждения скелетной мускулатуры различной этиологии: при механических травмах, мышечной атрофии (саркопении), миопатиях, а также рабдомиолизе. В отличие от классических маркеров мышечного повреждения, креатинкиназы или миоглобина, которые помимо скелетных мышц представлены ещё и в других тканях, скелетные изоформы ТнИ специфичны для мышечных волокон. В данной работе получена панель моноклональных антител (мАт), на основе которых были созданы системы для иммунохимического определения скелетных изоформ ТнИ в вестерн-блоттинге (чувствительность 0,01–1 нг белка на дорожку), в иммуногистохимии и в иммунофлуоресцентном анализе (ФИА). Разработанные нами методы ФИА пригодны для определения концентрации быстрой скелетной изоформы ТнИ (бсТнИ; предел обнаружения, ПрО, 0,07 нг/мл), медленной скелетной изоформы ТнИ (мсТнИ; ПрО 0,1 нг/мл) или обеих скелетных изоформ ТнИ (ПрО 0,1 нг/мл) в крови человека, а другие методы, позволяющие дифференцированно выявлять различные комплексы (двойной, с ТнС, или тройной, с ТнТ и ТнС) скелетных изоформ ТнИ, – для определения состава форм тропонинов в крови человека.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

А. П. Богомолова

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова; Hytest Ltd.

Автор, ответственный за переписку.
Email: bogomolova.agnessa@yandex.ru

биологический факультет

Россия, 119234 Москва; Турку, Финляндия

И. А. Катруха

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова; Hytest Ltd.

Email: bogomolova.agnessa@yandex.ru

биологический факультет

Россия, 119234 Москва; Турку, Финляндия

А. М. Емелин

Научно-исследовательский институт морфологии человека имени академика А.П. Авцына ФГБНУ «Российский научный центр хирургии имени академика Б.В. Петровского»

Email: bogomolova.agnessa@yandex.ru
Россия, 117418 Москва

А. И. Заболотский

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова

Email: bogomolova.agnessa@yandex.ru

биологический факультет

Россия, 119234 Москва

А. В. Березникова

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова; Hytest Ltd.

Email: bogomolova.agnessa@yandex.ru

биологический факультет

Россия, 119234 Москва; Турку, Финляндия

О. С. Лебедева

Федеральный научно-клинический центр физико-химической медицины им. академика Ю.М. Лопухина Федерального медико-биологического агентства

Email: bogomolova.agnessa@yandex.ru
Россия, 119435 Москва

Р. В. Деев

Научно-исследовательский институт морфологии человека имени академика А.П. Авцына ФГБНУ «Российский научный центр хирургии имени академика Б.В. Петровского»

Email: bogomolova.agnessa@yandex.ru
Россия, 117418 Москва

А. Г. Катруха

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова; Hytest Ltd.

Email: bogomolova.agnessa@yandex.ru

биологический факультет

Россия, 119234 Москва; Турку, Финляндия

Список литературы

  1. Kasper, C. E., Talbot, L. A., and Gaines, J. M. (2002) Skeletal muscle damage and recovery, AACN Clin. Issues, 13, 237-247, doi: 10.1097/00044067-200205000-00009.
  2. Fanzani, A., Conraads, V. M., Penna, F., and Martinet, W. (2012) Molecular and cellular mechanisms of skeletal muscle atrophy: an update, J. Cachexia Sarcopenia Muscle, 3, 163-179, doi: 10.1007/s13539-012-0074-6.
  3. Bodié, K., Buck, W. R., Pieh, J., Liguori, M. J., and Popp, A. (2016) Biomarker evaluation of skeletal muscle toxicity following clofibrate administration in rats, Exp. Toxicol. Pathol., 68, 289-299, doi: 10.1016/j.etp.2016.03.001.
  4. Spitali, P., Hettne, K., Tsonaka, R., Charrout, M., van den Bergen, J., Koeks, Z., Kan, H. E., Hooijmans, M. T., Roos, A., Straub, V., Muntoni, F., Al-Khalili-Szigyarto, C., Koel-Simmelink, M. J. A., Teunissen, C. E., Lochmüller, H., Niks, E. H., and Aartsma-Rus, A. (2018) Tracking disease progression non-invasively in Duchenne and Becker muscular dystrophies, J. Cachexia Sarcopenia Muscle, 9, 715-726, doi: 10.1002/jcsm.12304.
  5. Brancaccio, P., Lippi, G., and Maffulli, N. (2010) Biochemical markers of muscular damage, Clin. Chem. Lab. Med., 48, 757-767, doi: 10.1515/cclm.2010.179.
  6. Baird, M. F., Graham, S. M., Baker, J. S., and Bickerstaff, G. F. (2012) Creatine-kinase- and exercise-related muscle damage implications for muscle performance and recovery, J. Nutr. Metab., 2012, 960363, doi: 10.1155/2012/960363.
  7. Kanatous, S. B., and Mammen, P. P. (2010) Regulation of myoglobin expression, J. Exp. Biol., 213, 2741-2747, doi: 10.1242/jeb.041442.
  8. Bogomolova, A. P., and Katrukha, I. A. (2024) Troponins and skeletal muscle pathologies, Biochemistry (Moscow), 89, 2083-2106, doi: 10.1134/s0006297924120010.
  9. Burch, P. M., Greg Hall, D., Walker, E. G., Bracken, W., Giovanelli, R., Goldstein, R., Higgs, R. E., King, N. M., Lane, P., Sauer, J. M., Michna, L., Muniappa, N., Pritt, M. L., Vlasakova, K., Watson, D. E., Wescott, D., Zabka, T. S., and Glaab, W. E. (2016) Evaluation of the relative performance of drug-induced skeletal muscle injury biomarkers in rats, Toxicol. Sci., 150, 247-256, doi: 10.1093/toxsci/kfv328.
  10. Takahashi, M., Lee, L., Shi, Q., Gawad, Y., and Jackowski, G. (1996) Use of enzyme immunoassay for measurement of skeletal troponin-I utilizing isoform-specific monoclonal antibodies, Clin. Biochem., 29, 301-308, doi: 10.1016/0009-9120(96)00016-1.
  11. Rama, D., Margaritis, I., Orsetti, A., Marconnet, P., Gros, P., Larue, C., Trinquier, S., Pau, B., and Calzolari, C. (1996) Troponin I immunoenzymometric assays for detection of muscle damage applied to monitoring a triathlon, Clin. Chem., 42, 2033-2035.
  12. Sorichter, S., Mair, J., Koller, A., Calzolari, C., Huonker, M., Pau, B., and Puschendorf, B. (2001) Release of muscle proteins after downhill running in male and female subjects, Scand. J. Med. Sci. Sports, 11, 28-32, doi: 10.1034/j.1600-0838.2001.011001028.x.
  13. Onuoha, G. N., Alpar, E. K., Dean, B., Tidman, J., Rama, D., Laprade, M., and Pau, B. (2001) Skeletal troponin-I release in orthopedic and soft tissue injuries, J. Orthop. Sci., 6, 11-15, doi: 10.1007/s007760170018.
  14. Bamberg, K., Mehtälä, L., Arola, O., Laitinen, S., Nordling, P., Strandberg, M., Strandberg, N., Paltta, J., Mali, M., Espinosa-Ortega, F., Pirilä, L., Lundberg, I. E., Savukoski, T., and Pettersson, K. (2020) Evaluation of a new skeletal troponin I assay in patients with idiopathic inflammatory myopathies, J. Appl. Lab. Med., 5, 320-331, doi: 10.1093/jalm/jfz016.
  15. Sorichter, S., Mair, J., Koller, A., Gebert, W., Rama, D., Calzolari, C., Artner-Dworzak, E., and Puschendorf, B. (1997) Skeletal troponin I as a marker of exercise-induced muscle damage, J. Appl. Physiol., 83, 1076-1082, doi: 10.1152/jappl.1997.83.4.1076.
  16. Goldstein, R. A. (2017) Skeletal muscle injury biomarkers: assay qualification efforts and translation to the clinic, Toxicol. Pathol., 45, 943-951, doi: 10.1177/0192623317738927.
  17. Ayoglu, B., Chaouch, A., Lochmüller, H., Politano, L., Bertini, E., Spitali, P., Hiller, M., Niks, E. H., Gualandi, F., Pontén, F., Bushby, K., Aartsma-Rus, A., Schwartz, E., Le Priol, Y., Straub, V., Uhlén, M., Cirak, S., 't Hoen, P. A., Muntoni, F., Ferlini, A., et al. (2014) Affinity proteomics within rare diseases: a BIO-NMD study for blood biomarkers of muscular dystrophies, EMBO Mol. Med., 6, 918-936, doi: 10.15252/emmm.201303724.
  18. Westwood, F. R., Bigley, A., Randall, K., Marsden, A. M., and Scott, R. C. (2005) Statin-induced muscle necrosis in the rat: distribution, development, and fibre selectivity, Toxicol. Pathol., 33, 246-257, doi: 10.1080/01926230590908213.
  19. Chen, T. C., Liu, H. W., Russell, A., Barthel, B. L., Tseng, K. W., Huang, M. J., Chou, T. Y., and Nosaka, K. (2020) Large increases in plasma fast skeletal muscle troponin I after whole-body eccentric exercises, J. Sci. Med. Sport, 23, 776-781, doi: 10.1016/j.jsams.2020.01.011.
  20. Ciciliot, S., Rossi, A. C., Dyar, K. A., Blaauw, B., and Schiaffino, S. (2013) Muscle type and fiber type specificity in muscle wasting, Int. J. Biochem. Cell Biol., 45, 2191-2199, doi: 10.1016/j.biocel.2013.05.016.
  21. Katrukha, A. G., Bereznikova, A. V., Esakova, T. V., Pettersson, K., Lövgren, T., Severina, M. E., Pulkki, K., Vuopio-Pulkki, L. M., and Gusev, N. B. (1997) Troponin I is released in bloodstream of patients with acute myocardial infarction not in free form but as complex, Clin. Chem., 43, 1379-1385.
  22. Vylegzhanina, A. V., Kogan, A. E., Katrukha, I. A., Antipova, O. V., Kara, A. N., Bereznikova, A. V., Koshkina, E. V., and Katrukha, A. G. (2017) Anti-cardiac troponin autoantibodies are specific to the conformational epitopes formed by cardiac troponin I and troponin T in the ternary troponin complex, Clin. Chem., 63, 343-350, doi: 10.1373/clinchem.2016.261602.
  23. Katrukha, I. A., and Katrukha, A. G. (2021) Myocardial injury and the release of troponins I and T in the blood of patients, Clin. Chem., 67, 124-130, doi: 10.1093/clinchem/hvaa281.
  24. Köhler, G., and Milstein, C. (1975) Continuous cultures of fused cells secreting antibody of predefined specificity, Nature, 256, 495-497, doi: 10.1038/256495a0.
  25. Paterson, N., Biggart, E. M., Chapman, R. S., and Beastall, G. H. (1985) Evaluation of a time-resolved immunofluorometric assay for serum thyroid stimulating hormone, Ann. Clin. Biochem., 22 (Pt 6), 606-611, doi: 10.1177/000456328502200609.
  26. Seferian, K. R., Tamm, N. N., Semenov, A. G., Tolstaya, A. A., Koshkina, E. V., Krasnoselsky, M. I., Postnikov, A. B., Serebryanaya, D. V., Apple, F. S., Murakami, M. M., and Katrukha, A. G. (2008) Immunodetection of glycosylated NT-proBNP circulating in human blood, Clin. Chem., 54, 866-873, doi: 10.1373/clinchem.2007.100040.
  27. Tholen, D. W., Kroll, M., Astles, J. R., Caffo, A. L., Happe., T. M., Krouwer, J., and Lasky, F. (2003) CLSI. Evaluation of the Linearity of Quantitative Measurement Procedures: A statistical Approach; Approved Guidline. CLSI document EP06-A. Wayne, PA Clinical and Laboratory Standards Institute.
  28. Mavlikeev, M. O., Kiyasov, A. P., Deev, R. V., Chernova, O. N., and Emelin, A. M. (2023) Histological Technique in the Pathomorhology Laboratory, Practical Medicine.
  29. Takeda, S., Yamashita, A., Maeda, K., and Maéda, Y. (2003) Structure of the core domain of human cardiac troponin in the Ca2+-saturated form, Nature, 424, 35-41, doi: 10.1038/nature01780.
  30. Vinogradova, M. V., Stone, D. B., Malanina, G. G., Karatzaferi, C., Cooke, R., Mendelson, R. A., and Fletterick, R. J. (2005) Ca2+-regulated structural changes in troponin, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 102, 5038-5043, doi: 10.1073/pnas.0408882102.
  31. Takeda, S. (2005) Crystal structure of troponin and the molecular mechanism of muscle regulation, J. Electron. Microsc., 54 Suppl 1, i35-41, doi: 10.1093/jmicro/54.suppl_1.i35.
  32. Stefancsik, R., Jha, P. K., and Sarkar, S. (1998) Identification and mutagenesis of a highly conserved domain in troponin T responsible for troponin I binding: potential role for coiled coil interaction, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 95, 957-962, doi: 10.1073/pnas.95.3.957.
  33. Vassylyev, D. G., Takeda, S., Wakatsuki, S., Maeda, K., and Maéda, Y. (1998) The crystal structure of troponin C in complex with N-terminal fragment of troponin I. The mechanism of how the inhibitory action of troponin I is released by Ca2+-binding to troponin C, Adv. Exp. Med. Biol., 453, 157-167.
  34. Blumenschein, T. M., Stone, D. B., Fletterick, R. J., Mendelson, R. A., and Sykes, B. D. (2006) Dynamics of the C-terminal region of TnI in the troponin complex in solution, Biophys. J., 90, 2436-2444, doi: 10.1529/biophysj.105.076216.
  35. Julien, O., Mercier, P., Allen, C. N., Fisette, O., Ramos, C. H., Lagüe, P., Blumenschein, T. M., and Sykes, B. D. (2011) Is there nascent structure in the intrinsically disordered region of troponin I? Proteins, 79, 1240-1250, doi: 10.1002/prot.22959.
  36. Murakami, K., Yumoto, F., Ohki, S. Y., Yasunaga, T., Tanokura, M., and Wakabayashi, T. (2005) Structural basis for Ca2+-regulated muscle relaxation at interaction sites of troponin with actin and tropomyosin, J. Mol. Biol., 352, 178-201, doi: 10.1016/j.jmb.2005.06.067.
  37. Sheng, J. J., and Jin, J. P. (2016) TNNI1, TNNI2 and TNNI3: evolution, regulation, and protein structure-function relationships, Gene, 576, 385-394, doi: 10.1016/j.gene.2015.10.052.
  38. Marston, S., and Zamora, J. E. (2020) Troponin structure and function: a view of recent progress, J. Muscle Res. Cell Motil., 41, 71-89, doi: 10.1007/s10974-019-09513-1.
  39. Sasse, S., Brand, N. J., Kyprianou, P., Dhoot, G. K., Wade, R., Arai, M., Periasamy, M., Yacoub, M. H., and Barton, P. J. (1993) Troponin I gene expression during human cardiac development and in end-stage heart failure, Circ. Res., 72, 932-938, doi: 10.1161/01.res.72.5.932.
  40. Riabkova, N. S., Kogan, A. E., Katrukha, I. A., Vylegzhanina, A. V., Bogomolova, A. P., Alieva, A. K., Pevzner, D. V., Bereznikova, A. V., and Katrukha, A. G. (2024) Influence of anticoagulants on the dissociation of cardiac troponin complex in blood samples, Int. J. Mol. Sci., 25, doi: 10.3390/ijms25168919.
  41. Perry, S. V., and Cole, H. A. (1974) Phosphorylation of troponin and the effects of interactions between the components of the complex, Biochem. J., 141, 733-743, doi: 10.1042/bj1410733.
  42. Moir, A. J., Wilkinson, J. M., and Perry, S. V. (1974) The phosphorylation sites of troponin I from white skeletal muscle of the rabbit, FEBS Lett., 42, 253-256, doi: 10.1016/0014-5793(74)80739-8.
  43. Cole, H. A., and Perry, S. V. (1975) The phosphorylation of troponin I from cardiac muscle, Biochem. J., 149, 525-533, doi: 10.1042/bj1490525.
  44. Melby, J. A., Jin, Y., Lin, Z., Tucholski, T., Wu, Z., Gregorich, Z. R., Diffee, G. M., and Ge, Y. (2020) Top-down proteomics reveals myofilament proteoform heterogeneity among various rat skeletal muscle tissues, J. Proteome Res., 19, 446-454, doi: 10.1021/acs.jproteome.9b00623.
  45. Jin, Y., Diffee, G. M., Colman, R. J., Anderson, R. M., and Ge, Y. (2019) Top-down mass spectrometry of sarcomeric protein post-translational modifications from non-human primate skeletal muscle, J. Am. Soc. Mass Spectrom., 30, 2460-2469, doi: 10.1007/s13361-019-02139-0.
  46. Chen, Y. C., Sumandea, M. P., Larsson, L., Moss, R. L., and Ge, Y. (2015) Dissecting human skeletal muscle troponin proteoforms by top-down mass spectrometry, J. Muscle Res. Cell Motil., 36, 169-181, doi: 10.1007/s10974-015-9404-6.
  47. Katrukha, A. G., Bereznikova, A. V., Esakova, T. V., Filatov, V. L., Bulargina, T. V., and Gusev, N. B. (1995) A new method of human cardiac troponin I and troponin T purification, Biochem. Mol. Biol. Int., 36, 195-202.
  48. Schiaffino, S. (2018) Muscle fiber type diversity revealed by anti-myosin heavy chain antibodies, FEBS J., 285, 3688-3694, doi: 10.1111/febs.14502.
  49. Bedada, F. B., Chan, S. S., Metzger, S. K., Zhang, L., Zhang, J., Garry, D. J., Kamp, T. J., Kyba, M., and Metzger, J. M. (2014) Acquisition of a quantitative, stoichiometrically conserved ratiometric marker of maturation status in stem cell-derived cardiac myocytes, Stem Cell Rep., 3, 594-605, doi: 10.1016/j.stemcr.2014.07.012.
  50. Bedada, F. B., Wheelwright, M., and Metzger, J. M. (2016) Maturation status of sarcomere structure and function in human iPSC-derived cardiac myocytes, Biochim. Biophys. Acta, 1863, 1829-1838, doi: 10.1016/j.bbamcr.2015.11.005.
  51. Chun, Y. W., Balikov, D. A., Feaster, T. K., Williams, C. H., Sheng, C. C., Lee, J. B., Boire, T. C., Neely, M. D., Bellan, L. M., Ess, K. C., Bowman, A. B., Sung, H. J., and Hong, C. C. (2015) Combinatorial polymer matrices enhance in vitro maturation of human induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes, Biomaterials, 67, 52-64, doi: 10.1016/j.biomaterials.2015.07.004.
  52. Wu, A. H., Feng, Y. J., Moore, R., Apple, F. S., McPherson, P. H., Buechler, K. F., and Bodor, G. (1998) Characterization of cardiac troponin subunit release into serum after acute myocardial infarction and comparison of assays for troponin T and I. American Association for Clinical Chemistry Subcommittee on cTnI Standardization, Clin. Chem., 44, 1198-1208.
  53. Bates, K. J., Hall, E. M., Fahie-Wilson, M. N., Kindler, H., Bailey, C., Lythall, D., and Lamb, E. J. (2010) Circulating immunoreactive cardiac troponin forms determined by gel filtration chromatography after acute myocardial infarction, Clin. Chem., 56, 952-958, doi: 10.1373/clinchem.2009.133546.
  54. Vylegzhanina, A. V., Kogan, A. E., Katrukha, I. A., Koshkina, E. V., Bereznikova, A. V., Filatov, V. L., Bloshchitsyna, M. N., Bogomolova, A. P., and Katrukha, A. G. (2019) Full-size and partially truncated cardiac troponin complexes in the blood of patients with acute myocardial infarction, Clin. Chem., 65, 882-892, doi: 10.1373/clinchem.2018.301127.
  55. Zimowska, M., Kasprzycka, P., Bocian, K., Delaney, K., Jung, P., Kuchcinska, K., Kaczmarska, K., Gladysz, D., Streminska, W., and Ciemerych, M. A. (2017) Inflammatory response during slow- and fast-twitch muscle regeneration, Muscle Nerve, 55, 400-409, doi: 10.1002/mus.25246.
  56. Sun, D., Hamlin, D., Butterfield, A., Watson, D. E., and Smith, H. W. (2010) Electrochemiluminescent immunoassay for rat skeletal troponin I (Tnni2) in serum, J. Pharmacol. Toxicol. Methods, 61, 52-58, doi: 10.1016/j.vascn.2009.09.002.
  57. Burch, P. M., Pogoryelova, O., Goldstein, R., Bennett, D., Guglieri, M., Straub, V., Bushby, K., Lochmüller, H., and Morris, C. (2015) Muscle-derived proteins as serum biomarkers for monitoring disease progression in three forms of muscular dystrophy, J. Neuromuscul. Dis., 2, 241-255, doi: 10.3233/jnd-140066.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Приложение
Скачать (406KB)
Метаданные
3. Рис. 1. Изоформы ТнИ. Выравнивание аминокислотных последовательностей трёх изоформ ТнИ: бсТнИ (идентификатор в Expasy: P48788), мсТнИ (P19237), сТнИ (P19429) в программе Clustal Omega. Тёмным отмечены аминокислотные остатки (а.о.), совпадающие у трёх изоформ ТнИ, более светлым отмечены а.о., совпадающие только у двух изоформ. Серыми овалами отмечены участки связывания с ТнТ или ТнС (примерные границы участков указаны для последовательности бсТнИ). В рамках указаны эпитопы моноклональных антител (мАт), используемых в данной работе. В скобках рядом с названиями мАт указаны примерные границы эпитопа и специфичность антитела [29–38]

Скачать (339KB)
Метаданные
4. Рис. 2. Взаимодействие мАт с различными изоформами ТнИ в ВБ. а – skTnI89 (бсТнИ), б – skTnI38 (мсТнИ), в – skTnI50 (бсТнИ и мсТнИ), г – 560 (сТнИ). 1 – сТнИ, сТнТ, мсТнС в молярном соотношении 1 : 1 : 1, сТнИ – 67 нг/дорожка; 2 – мсТнИ, мсТнТ, мсТнС в молярном соотношении 1 : 1 : 1, мсТнИ – 67 нг/дорожка; 3 – бсТнИ, бсТнТ, бсТнС в молярном соотношении 1 : 1 : 1, бсТнИ – 67 нг/дорожка; 4 – экстракт скелетной мышцы (m. vastus lateralis) человека, 0,042 мкг ткани/дорожка

Скачать (56KB)
Метаданные
5. Рис. 3. Иммунохимическая детекция скелетных изоформ ТнИ в мышечных тканях человека. Для ИГХ реакций использованы мАт: а – skTnI15 (бсТнИ), б – skTnI30 (мсТнИ), в – skTnI50 (бсТнИ + мсТнИ), г – 4С2 (сТнИ). 1 – Cкелетная мышца (m. vastus lateralis); 2 – плодное сердце, 29 недель; 3 – плодное сердце, 41–42 недели; 4 – сердце взрослого человека

Скачать (816KB)
Метаданные
6. Рис. 4. Иммунохимическая детекция скелетных изоформ ТнИ и изоформ ТЦМ в скелетной мышце человека. Для ИГХ реакций использованы мАт: а – skTnI15 (бсТнИ), б – skTnI30 (мсТнИ), в – anti-MyHC1, г – anti-MyHC

Скачать (572KB)
Метаданные
7. Рис. 5. Распознавание рекомбинантных свободных ТнИ, ИС- и ИТС-комплексов иммунохимическими системами детекции ФИА в отсутствие и при добавлении ЭДТА. CPS – counts per second, количество фотонов в секунду. а – skTnI89–skTnI91; б – skTnI58–skTnI27; в, г – skTnI25–skTnI50. Рекомбинантный мсИТС не использовали, так как он нестабилен и диссоциирует до мсТнИ и мсИС. а, в: 1 – бсТнИ без добавления ЭДТА, 2 – бсТнИ с добавлением ЭДТА, 3 – бсИС без добавления ЭДТА, 4 – бсИС с добавлением ЭДТА, 5 – бсИТС без добавления ЭДТА, 6 – бсИТС с добавлением ЭДТА. б, г: 1 – мсТнИ без добавления ЭДТА, 2 – мсТнИ с добавлением ЭДТА, 3 – мсИС без добавления ЭДТА, 4 – мсИС с добавлением ЭДТА

Скачать (213KB)
Метаданные
8. Рис. 6. Распознавание экстракта скелетных мышц человека системами детекции ФИА в отсутствие и при добавлении ЭДТА. Фракции после гель-фильтрационного разделения экстракта скелетных мышц человека на колонке Superdex 200 16/600 анализировали системой ФИА skTnI58–skTnI27 с добавлением и без добавления ЭДТА. 1 – Без добавления ЭДТА, 2 – с добавлением ЭДТА. Стрелками отмечены пики, соответствующие мсИС и мсИТС

Скачать (72KB)
Метаданные
9. Рис. 7. Исследование специфичности систем ФИА для анализа форм бсТнИ (а, б) и мсТнИ (в, г). а – skTnI89–skTnI1; б – skTnI14–TnC99A5; в – skTnI58–skTnI27; г – TnT111–skTnI38. а, б: 1 – бсТнИ, 2 – бсИС, 3 – бсИТС; в: 1 – мсТнИ, 2 – мсИС; г: 1 – экстракт скелетных мышц (источник мсИТС), 2 – мсИС, 3 – мсТнТ, 4 – бсИТС, 5 – бсТнТ

Скачать (204KB)
Метаданные
10. Рис. 8. Исследование форм скелетных изоформ ТнИ в экстракте скелетных мышц человека. Гель-фильтрационный профиль Superdex 200 16/600 с последующим анализом фракций методом ФИА в нескольких парах антител. а – Системы ФИА для детекции бсТнИ: 1 – skTnI89–skTnI1, 2 – skTnI14–TnC99A5; б – системы ФИА для детекции мсТнИ: 1 – skTnI58–skTnI27, 2 – TnT111–skTnI38

Скачать (131KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2025