Некоторые показатели биохимического статуса окуней Perca Fluvialilis (L.) с разным содержанием ртути в мышцах

Обложка

Цитировать

Полный текст

Аннотация

Исследованы биохимические показатели (общий холестерин, холестерин липопротеинов высокой и низкой плотности, триглицериды в сыворотке крови, концентрация общего водорастворимого белка в сыворотке крови и печени, активность пептидаз слизистой оболочки кишечника) окуня Percafluviatilis (L.) из трех водоемов Вологодской и Ярославской областей России, с различным уровнем ртутного загрязнения. Показано, что у окуней с наибольшей концентрацией ртути в мышцах (0.60 мг/кг сырой массы, оз. Кубенское) уровень ХС ЛПВП и ХС ЛПНП, общего ХС достоверно выше по сравнению с таковыми рыб из р. Сунога и судоходного канала пос. Борок (0.38 и 0.012 мг ртути/кг сырой массы соответственно). Наименьшее количество водорастворимого белка в печени и наибольшее – в сыворотке крови, а также сравнительно низкая активность пептидаз слизистой оболочки кишечника также обнаружены у окуней из оз. Кубенское, концентрация ртути в мышцах которых была относительно высокой.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Д. В. Гарина

Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина Российской академии наук; Ярославский государственный университет им. П.Г. Демидова

Автор, ответственный за переписку.
Email: darina@ibiw.ru
Россия, пос. Борок, д. 109, Ярославская обл., Некоузский р-н, 152742; ул. Советская, д.14, г. Ярославль,150003

А. Ф. Тарлева

Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина Российской академии наук

Email: darina@ibiw.ru
Россия, пос. Борок, д. 109, Ярославская обл., Некоузский р-н, 152742

Список литературы

  1. Богдан В. В., Немова Н. Н., Руоколайнен Т. Р. Влияние ртути на состав липидов печени и мышц окуня Perca fluviatilis // Вопросы ихтиологии. 2002. Т. 42. № 2. С. 259–263.
  2. Васильева О. Б., Назарова М. А., Нльмаст Н. В., Немова Н. Н. Липиды тканей рыб из акваторий Онежского озера с разной степенью антропогенного загрязнения // Труды Карельского научного центра Российской академии наук. 2018. № 6. С. 95–102.
  3. Гарина Д. В. Влияние хронического поступления малых доз ртути на некоторые биохимические показатели липидного и белкового обмена у серебряного карася Carassius auratus (L., 1758) // Трансформация экосистем. 2023. № 6 (3). С. 86–104. https://doi.org/10.23859/estr-220505
  4. Голованова И. Л., Комов В. Т., Кузьмина В. В. Влияние повышенного содержания ртути в корме на активность карбогидраз и протеиназ у различных гидробионтов // Биология внутренних вод. 2002. № 1. С. 85–89.
  5. Голованова И. Л., Пенькова Г. А., Гремячих В. А., Комов В. Т. Влияние ртути на активность гликозидаз в кишечнике окуня Perca fluviatilis L. из водоемов европейской России с разным pН воды // Биология внутренних вод. 2012. № 1. С. 94–99.
  6. Гремячих В. А., Комов В. Т. Содержание ртути в мышцах речного окуня из некоторых крупных озер России // Ртуть в биосфере: эколого-геохимические аспекты. Сб. трудов Второго междунар. симпозиума (Новосибирск, 21–25 сентября 2015 г.). Новосибирск: ИНХ СО РАН, 2015. C. 113–117.
  7. Дохолян В. К., Шлейфер Г. С., Ахмедова Т. П. В кн.: Экологическая физиология рыб. Киев, 1976, ч. 1. С. 69–70.
  8. Комов В. Т., Гремячих В. А., Удоденко Ю. Г. и др. Ртуть в абиотических и биотических компонентах водных и наземных экосистем поселка городского типа на берегу Рыбинского водохранилища // Труды Института биологии внутренних вод им. И. Д. Папанина РАН. 2017. № 77(80). С. 34–56.
  9. Комов В. Т., Степанова И. К., Гремячих В. А. Содержание ртути в мышцах рыб из водоемов Северо-Запада России: Причины интенсивного накопления и оценка негативного эффекта на состояние здоровья людей // Актуальные проблемы водной токсикологии. Борок: ИБВВ РАН, 2004. С. 99–123.
  10. Комов В. Т., Степанова И. К. Ртутное загрязнение // Экологические проблемы Верхней Волги: Коллективная монография. Ярославль: Изд-во ЯГТУ, 2001. С. 239–243.
  11. Кузубова Л. И., Шуваева О. В., Аношин Г. Н. Метилртуть в окружающей среде: (Распространение, образование в природе, методы определения): Аналит. обзор / ГПНТБ СО РАН. Инcтитут неорганической химии. Аналитический центр Объединенного института геологии, географии и минералогии СО РАН. (Экология. Вып. 59). Новосибирск, 2000. 82 с.
  12. Кузьмина В. В., Егорова С. Д. Морфо-физиологическая характеристика щуки и леща на ранних этапах онтогенеза (размерно-весовой рост, содержание белка и активность протеаз) // Деп. ВИНИТИ 14.01 1988. № 319-B88. 44 с.
  13. Кузьмина В. В., Комов В. Т., Гремячих В. Т., Русанова П. В. Активность пищеварительных гидролаз карпа Cyprinus carpio L. при различном содержании ртути в корме // Вопр. ихтиол. 2013. Т. 53. № 3. С. 358–366.
  14. Лукьяненко В. И. Общая ихтиотоксикология. М.: Легкая и пищевая промышленность, 1983. 320 с.
  15. Лукьяненко В. И., Хабаров М. В. Альбуминовая система сыворотки крови разных по экологии видов осетровых рыб. Ярославль: Издание ВВО РЭА, 2005. 232 с.
  16. Немова Н. Н., Высоцкая Р. У. Биохимическая индикация состояния рыб. М.: Наука, 2005. 216 с.
  17. Поляков М. М. Проблемы управления водопользованием. Вологда: ВНКЦ ЦЭМИ РАН, 2002. 236 с.
  18. Ресурсы поверхностных вод СССР: Гидрологическая изученность. Том 10. Верхне-Волжский район / под ред. Шабан В. П. Л.: Гидрометеоиздат, 1966. 528 с.
  19. Сакун О. Ф., Буцкая Н. А. Определение стадий зрелости и изучения половых циклов рыб / Гос. ком. по рыбному хозяйству при СНХ СССР, Главрыбвод, Центр. лаборатория по воспроизводству рыбных запасов. М.: Рыбное хозяйство, 1968. 36 с.
  20. Санитарные правила и нормы. “Продовольственное сырье и пищевые продукты. Гигиенические требования к качеству и безопасности продовольственного сырья и пищевых продуктов”. СанПиН 2.3.2. 560-96. М.: Госкомэпиднадзор России, 1997. 269 с.
  21. Степанова И. К., Комов В. Т. Роль трофической структуры экосистемы водоемов Северо-запада России в накоплении ртути в рыбе // Гидробиологический журнал. 2004. Т. 40. № 2. с. 87–96.
  22. Тропин Н. Ю. Эколого-биологические особенности и промысловое значение речного окуня (Perca fluviatilis L., 1758) в крупных рыбохозяйственных водоемах Вологодской области: дис. ... канд. биол. наук / Тропин Николай Юрьевич. Томск, 2020. 261 с.
  23. Тропин М. Ю., Борисов М. Я., Угрюмова Н. Е. и др. Содержание ртути в мышечной ткани речного окуня Perca fluviatilis (L.) крупных водоемов Вологодской области // Токсикологический вестник. 2019. № 2 (155). С. 53–58.
  24. Anson M. The estimation of pepsin, trypsin, papain and cathepsin with hemoglobin // J. Gen. Physiol. 1938. V. 22. P. 79–83.
  25. Berntssen M. H.G., Aatland A., Handy R. D. Chronic dietary mercury exposure causes oxidative stress, brain lesions, and altered behaviour in Atlantic salmon (Salmo salar) parr // Aquatic Toxicology. 2003. V. 65. P. 55–72. https://doi.org/10.1016/s0166-445x(03)00104-8
  26. Caruso J. A., Carruthers N., Shin N. et al. Mercury alters endogenous phosphorylation profiles of SYK in murine B cells // BMC Immunol. 2017. 18:37 https://doi.org/10.1186/s12865-017-0221-0
  27. Chételat J., Ackerman J. T., Eagles-Smith C. A., Hebert C. E. Methylmercury exposure in wildlife: A review of the ecological and physiological processes affecting contaminant concentrations and their interpretation // Science of The Total Environment. 2020. V. 711, 135117. https://doi.org/10.1016/j.scitotenv. 2019. 135117
  28. Chernecky C. C., Berger В. J. (eds.). Laboratory tests and diagnostic procedures. 5th ed. Saunder Elsevier. 2008. 1215 p.
  29. Driscoll C. T., Mason R. P., Chan H. M. et al. Mercury as a Global Pollutant: Sources, Path-ways, and Effects // Environ. Sci. Technol. 2013. V. 47. P. 4967–4983. https://doi.org/10.1021/es305071v
  30. Gilmour C. C., Henry E. A., Mitchell R. Sulfate stimulation of mercury methylation in freshwater sediments // Environmental Science and Technology. 1992. V. 26. P. 2281–2287. https://doi.org/10.1021/es00035a029
  31. Gupta P. K., Sastry K. V. Effect of mercuric chloride on enzyme activities in the digestive system and chemical composition of liver and muscles of the catfish, Heteropneustes fossilis// Ecol. Toxicol. Environ. Safety. 1981. V. 5. P. 389–400.
  32. Itzhaki R. F., Gill D. M.A microbiuret method for estimating proteins// Analitycal Biochemistry. 1964. № 9. Р. 401–410.
  33. Klaper R., Carter B. J., Richter C. A. et al.Use of a 15 k gene microarray to determine gene expression changes in response to acute and chronic methylmercury exposure in the fathead minnow Pimephales promelas Rafinesque // Journal of Fish Biology. 2008. V. 72 (9). P. 2207–2280. https://doi.org/10.1111/j.1095-8649.2008.01899.x
  34. Martinez-Finley E.J., Aschner M. Recent advances in mercury research // Curr. Environ. Health Rep. 2014. V. 1 (2). P. 163–171. https://doi.org/10.1007/s40572-014-0014-z
  35. Monteiro D. A., Thomaz J. M., Rantin F. T. et al. Cardiorespiratory responses to graded hypoxia in the neotropical fish matrinxã (Brycon amazonicus) and traíra (Hoplias malabaricus) after waterborne or trophic exposure to inorganic mercury // Aquatic Toxicology. 2013. V. 140–141. P. 346–355. https://doi.org/10.1016/j.aquatox.2013.06.011
  36. Morcillo P., Esteban M. A., Cuesta A. Mercury and its toxic effects on fish // Environmental Science. 2017. V. 4 (3). P. 386–402. https://doi.org/10.3934/environsci.2017.3.386
  37. Moreira E. L., de Oliveira J., Dutra M. F. et al. Does methylmercury-induced hypercholesterolemia play a causal role in its neurotoxicity and cardiovascular disease? Toxicol. Sci. 2012. V. 130 (2). P. 373–382. https://doi.org/:10.1093/toxsci/kfs252
  38. Obrist D., Kirk J. L., Zhang L., Sunderland E. M., Jiskra M., Selin N. E. A review of global environmental mercury processes in response to human and natural perturbations: Changes of emissions, climate, and land use. Ambio. 2018. V. 47. P. 116–140.
  39. https://doi.org/10.1007/s13280-017-1004-9
  40. Rozas-Serry M., Correa R., Walker-Vergara R. et al. Reference intervals for blood biomarkers in farmed Atlantic salmon, coho salmon and rainbow trout in Chile: promoting a preventive approach in aquamedicine // Biology. 2022. 11:1066. https://doi.org/10.3390/biology11071066
  41. Sastry K. V., Gupta P. K. Changes in the activity of some digestive enzymes of Channa punctatus exposed chronically to mercuric chloride // J. Environ. Sci. Health. 1980. V. 15. № 1. P. 109–119.
  42. Selin N. E. Global biogeochemical cycling of mercury: a review // Annual Review of Environment and Resources. 2009. V. 34. P. 43–63.
  43. Scheuhammer A. M., Meyer M. W., Sandheinrich M. B. et al. Effect of environmental methylmercury on the health of wild birds, mammals and fish // AMBIO. 2007. V. 36. P. 12–18. https://doi.org/10.1579/0044- 7447(2007)36[12:EOEMOT]2.0.CO;2
  44. Sholupov S., Pogarev S., Ryzhov V., Mashyanov N., Stroganov A. Zeeman atomic absorption spectrometer RA-915+ for direct determination of mercury in air and complex matrix samples // Fuel Processing Technology. 2004. V. 85. P. 473–485. https://doi.org/10.1016/j.fuproc.2003.11.003
  45. UN-Environment, 2019. Global Mercury Assessment 2018. UN-Environment Programme, Chemicals and Health Branch, Geneva, Switzerland. 59 pp.
  46. Weber H. J. Reviews of possible paths for abiotic methylation of mercury (II) in the aquatic environment // Chemosphere. 1993. V. 26. P. 2063–2077. https://doi.org/10.1016/0045-6535(93)90032-Z
  47. Yu X., Wu F., Xu X. et al. Effects of short term methylmercury exposure on growth and development of the large yellow croaker embryos and larvae // Frontiers in Marine Science. 2019. 6:754. https://doi.org/10.3389/fmars.2019.00754

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Определение количества главных компонент с помощью критерия “каменистой осыпи”.

Скачать (14KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Графическое изображение вклада различных “признаков” в первую и вторую главную компоненту изменчивости окуней.

Скачать (29KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2025