Сравнение механизмов гидролиза органофосфатов с хорошей и плохой уходящей группой фосфотриэстеразой из Pseudomonas Diminuta

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Комбинированным методом квантовой механики и молекулярной механики определены механизмы гидролиза органофосфатов в активном центре фосфотриэстеразы Pseudomonas diminuta. Показано, что для субстрата с хорошей уходящей группой реакция проходит через две элементарные стадии с низкими энергетическими барьерами, при этом наблюдается выигрыш в энергии. В случае плохой уходящей группы возможно только образование нестабильного интермедиата реакции, однако полного гидролиза не происходит. Сравнение полученных механизмов реакции объясняет экспериментальные кинетические данные, согласно которым фермент гидролизует только субстраты с хорошими уходящими группами.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Т. И. Мулашкина

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова

Email: mkhrenova@lcc.chem.msu.ru
Россия, Москва

А. М. Кулакова

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова

Email: mkhrenova@lcc.chem.msu.ru
Россия, Москва

А. В. Немухин

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова; Институт биохимической физики имени Н.М. Эмануэля РАН

Email: mkhrenova@lcc.chem.msu.ru
Россия, Москва; Москва

М. Г. Хренова

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова; Федеральный исследовательский центр «Фундаментальные основы биотехнологии» РАН

Автор, ответственный за переписку.
Email: mkhrenova@lcc.chem.msu.ru
Россия, Москва; Москва

Список литературы

  1. Tsai P.C., Fox N., Bigley A.N. et al. // Biochemistry. 2012. Т. 51. № 32. С. 6463. doi: 10.1021/bi300811t
  2. Reemtsma T., García-López M., Rodríguez I. et al. // TrAC. 2008. Т. 27. № 9. С. 727. DOI: 10.1016/ j.trac.2008.07.002
  3. Du J., Li H., Xu S. et al. // Environ. Sci. Pollut. Res. 2019. Т. 26. С. 22126. doi: 10.1007/s11356-019-05669-y
  4. Stubbings W.A., Schreder E.D., Thomas M.B. et al. // Environ. Pollut. 2018. Т. 238. С. 1056. DOI: 10.1016/ j.envpol.2018.03.083
  5. Xiang D.F., Bigley A.N., Ren Z. et al. // Biochemistry. 2015. Т. 54. С. 7539. doi: 10.1021/acs.biochem.5b01144
  6. Vanhooke J.L., Benning M.M., Raushel F.M., Holden H.M. // Biochemistry. 1996. Т. 35. С. 6020. doi: 10.1021/bi960325l
  7. Grimsley J.K., Calamini B., Wild J.R., Mesecar A.D. // Arch. of Bioch. and Biophys. 2005. Т. 442. № 2. С. 169. doi: 10.1016/j.abb.2005.08.012
  8. Zhang X., Wu R., Song L. et al. // J. Comput. Chem. 2009. Т. 30. № 15. С. 2388–2401. doi: 10.1002/jcc.21238
  9. Chen Sh.-L., Fang W.-H., Himo F. // J. Phys. Chem. B. 2007. Т. 111. № 6. С. 1253. doi: 10.1021/jp068500n
  10. Wong K.-Y., Gao J. // Biochemistry. 2007. Т. 46 № 46. С. 13352–13369. doi: 10.1021/bi700460c
  11. Jackson C.J., Foo J.-L., Kim H.-K. et al. // J. Mol. Biol. Т. 375. № 5. С. 1189–1196. doi: 10.1016/j.jmb.2007.10.061
  12. López-Canut V., Ruiz-Pernía J.J., Castillo R. et al. // Chem. Europ. J. 2012. Т. 18. № 31. С. 9612. doi: 10.1002/chem.201103615
  13. Bigley A.N., Raushel F.M. // Biochim. Biophys. Acta. 2013. Т. 1834. № 1. С. 443. DOI: 10.1016/ j.bbapap.2012.04.004
  14. Kim J., Tsai P.-Ch., Chen Sh.-L. et al. // Biochemistry. 2008. Т. 47. № 36. С. 9497. doi: 10.1021/bi800971v
  15. Jackson C., Kim H.-K., Carr P.D. et al. // Biochim. Biophys. Acta. 2005. Т. 1752. № 1. С. 55. doi: 10.1016/j.bbapap.2005.06.008
  16. Bora R.P., Mills M.J.L., Frushicheva M.P., Warshel A. // J. Phys. Chem. B. 2015. Т. 119. № 8. С. 3434. doi: 10.1021/jp5124025
  17. Yuzhuang F., Fan F., Wang B., Cao Z. // Chem.: Asian J. 2022. Т. 17. № 14. e202200439. doi: 10.1002/asia.202200439
  18. Aubert S.D., Li Y., Raushel F.M. // Biochemistry. 2004. Т. 43. № 19. С. 5707. doi: 10.1021/bi0497805
  19. Nam K., Cui Q., Gao J., York D.M. // J. Chem. Theory Comput. 2007. Т. 3. № 2. С. 486. doi: 10.1021/ct6002466
  20. Lopez X., York D.M. // Theor. Chem. Ac. Т. 2003. 109. С. 149. doi: 10.1007/s00214-002-0422-2
  21. Bräuer M., Kunert M., Dinjus E. et al. // J. Mol. Struct.: THEOCHEM. 2000. Т. 505. № 1–3. C. 289. doi: 10.1016/S0166-1280(99)00401-7
  22. Mardirossian N., Head-Gordon M. // Mol. Phys. 2017. Т. 115. № 19. С. 2315. DOI: 10.1080/ 00268976.2017.1333644
  23. Kim J., Tsai P. C., Chen S. L. et al. // Biochemistry. 2008. Т. 47. С. 9497. doi: 10.1021/bi800971v
  24. Word J.M., Lovell S.C., Richardson J.S., Richardson D.C. // J. Mol. Biol. 1999. Т. 285. С. 1735. doi: 10.1006/jmbi.1998.2401
  25. Humphrey W., Dalke A., Schulten K. // J. Mol. Graph. 1996. Т. 14. С. 33. doi: 10.1016/0263-7855(96)00018-5
  26. Phillips J.C., Braun R., Wang W. et al. // J. Comput. Chem. 2005. Т. 26. С. 1781. doi: 10.1002/jcc. 20289
  27. Best R.B., Zhu X., Shim J. et al. // J. Chem. Theory Comput. 2012. Т. 8. С. 3257. doi: 10.1021/ct300400x
  28. Vanommeslaeghe K., Hatcher E., Acharya C. et al. // J. Comput. Chem. 2009. Т. 31. С. 671. doi: 10.1002/jcc.21367
  29. Jorgensen W.L., Chandrasekhar J., Madura J.D. et al. // J. Chem. Phys. 1983. Т. 79. С. 926. doi: 10.1063/1.445869
  30. Adamo C., Barone V. // J. Chem. Phys. 1999. Т. 110. С. 6158. doi: 10.1063/1.478522
  31. Grimme S., Antony J., Ehrlich S., Krieg H. // J. Chem. Phys. 2010. Т. 132. С. 154104. DOI: 10.1063/ 1.3382344
  32. Hay P.J., Wadt W.R. // J. Chem. Phys. 1985. Т. 82. № 1. С. 299. doi: 10.1063/1.448975
  33. Seritan S., Bannwarth C., Fales B.S. et al. // WIREs Comput. Mol. Sci. 2021. Т. 11. e1494. doi: 10.1002/wcms.1494.
  34. Melo M.C.R., Bernardi R.C., Rudack T. et al. // Nat. Methods. 2018. Т. 15. С. 351–354. doi: 10.1038/nmeth.4638
  35. Martyna G.J., Klein M.L. // J. Chem. Phys. 1992. Т. 97. № 4. С. 2635. doi: 10.1063/1.463940
  36. Singer K., Smith W. // Mol. Phys. 1988. Т. 64. № 6. С. 1215. doi: 10.1080/00268978800100823
  37. Lu Y., Farrow M.R., Fayon P. et al. // J. Chem. Theory Comput. 2019. Т. 15(2). Р. 1317. doi: 10.1021/acs.jctc.8b01036
  38. Kästner J., Carr J.M., Keal T.W., Thiel W. // J. Phys. Chem. A. 2009. Т. 113. № 43. С. 11856. doi: 10.1021/jp9028968
  39. Ahlrichs R., Bar M., Iser M.H. et al. // Chem. Phys. Let. 1989. Т. 162. № 3. С. 165. doi: 10.1016/0009-2614(89)85118-8

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Структуры субстратов: дибутил-4-нитрофенилфосфат (а) с хорошей уходящей группой и дибутилфенилфосфат (б) с плохой уходящей группой

Скачать (59KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Слева: Структура фосфотриэстеразы из бактерии Pseudomonas diminuta (Pd-PTE) – атомы активного центра показаны сферами. Справа: субстрат в активном центре Pd-PTE, пунктирными линиями показаны координационные связи катионов цинка, штриховой линией – водородная связь каталитического гидроксид аниона и аминокислотного остатка Asp301

Скачать (417KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Предложенные в литературе механизмы гидролиза ФОС фосфотриэстеразой Pd-PTE. Оба механизма предполагают нуклеофильную атаку гидроксид-анионом атома фосфора с образованием пентакоординированного интермедиата. Дальнейший отрыв уходящей группы сопровождается образованием P-OH-связи (в механизме (а)) или P-O-связи и переносом протона на аспарагиновую кислоту (механизм (б))

Скачать (237KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Сечения поверхности потенциальной энергии для реакции гидролиза: а – дибутил-4-нитрофенилфосфата (1) и б – дибутилфенилфосфата (2) в активном центре фосфотриэстеразы Pd-PTE. ES – фермент-субстратный комплекс, TS1 и TS2 – переходные состояния, INT – интермедиат, EP – комплекс фермент-продукт

Скачать (114KB)
Метаданные
6. Рис. 5. Механизм реакции гидролиза дибутил-4-нитрофенилфосфата в активном центре фосфотриэстеразы Pd-PTE. ES – фермент-субстратный комплекс, TS1 и TS2 – переходные состояния, INT – интермедиат, EP – комплекс фермент-продукт

Скачать (202KB)
Метаданные
7. Рис. 6. Первая стадия реакции гидролиза дибутилфенилфосфата в активном центре фосфотриэстеразы Pd-PTE. ES – фермент-субстратный комплекс, TS1 – переходное состояние, INT – интермедиат

Скачать (135KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024