Структура и функции протонного канала OTOP1

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

OTOP1 – мембранный белок, функционирующий как протонный канал в ряде тканей. В частности, OTOP1 вовлечен в трансдукцию кислых стимулов во вкусовых клетках млекопитающих. Структура белков семейства отопетринов представляет собой гомодимер из двух субъединиц, каждая из которых состоит из двух гомологичных α-бочек. В данном обзоре анализируется связь структуры и функции белка OTOP1, рассматриваются предполагаемые пути транспорта протона, а также обсуждаются механизмы модуляции протонного тока и существующие кинетические модели OTOP1. Имеющиеся данные позволяют рассматривать логический элемент исключающего ИЛИ (XOR) как функциональный эквивалент OTOP1, который обеспечивает поток протонов, только если значения рН по разные стороны мембраны различаются.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

К. Д. Сладков

Институт биофизики клетки РАН, ФИЦ ПНЦБИ РАН

Автор, ответственный за переписку.
Email: klimitrich@ya.ru
Россия, Пущино, Московская обл., 142290

С. С. Колесников

Институт биофизики клетки РАН, ФИЦ ПНЦБИ РАН

Email: klimitrich@ya.ru
Россия, Пущино, Московская обл., 142290

Список литературы

  1. Whitten S.T., García-Moreno E.B., Hilser V.J. 2005. Local conformational fluctuations can modulate the coupling between proton binding and global structural transitions in proteins. Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 102 (12), 4282–4287.
  2. Baca J.M., Ortega A.O., Jiménez A.A., Principal S.G. 2022. Cells electric charge analyses define specific properties for cancer cells activity. Bioelectrochem. 144, 108028.
  3. Soto E., Ortega-Ramírez A., Vega R. 2018. Protons as messengers of intercellular communication in the nervous system. Front. Cell. Neurosci. 12, 342.
  4. Pattison L.A., Callejo G., St John Smith E. 2019. Evolution of acid nociception: ion channels and receptors for detecting acid. Philos. Trans. R. Soc. B. 374 (1785), 20190291.
  5. Ruffin V.A., Salameh A.I., Boron W.F., Parker M.D. 2014. Intracellular pH regulation by acid-base transporters in mammalian neurons. Front. Physiol. 5, 74282.
  6. Decoursey T.E. 2003. Voltage-gated proton channels and other proton transfer pathways. Physiol. Rev. 83 (2), 475–579.
  7. DeCoursey T.E. 2018. Voltage and pH sensing by the voltage-gated proton channel, HV1. J. R. Soc. Interface. 15 (141), 20180108.
  8. Hurle B., Ignatova E., Massironi S.M., Mashimo T., Rios X., Thalmann I., Thalmann R., Ornitz D.M. 2003. Non-syndromic vestibular disorder with otoconial agenesis in tilted/mergulhador mice caused by mutations in otopetrin 1. Hum. Mol. Genet. 12 (7), 777–789.
  9. Tu Y.H., Cooper A.J., Teng B., Chang R.B., Artiga D.J., Turner H.N., Mulhall E.M., Ye W., Smith A.D., Liman E.R. 2018. An evolutionarily conserved gene family encodes proton-selective ion channels. Science. 359, 1047–1050.
  10. Hughes I., Saito M., Schlesinger P.H., Ornitz D.M. 2007. Otopetrin 1 activation by purinergic nucleotides regulates intracellular calcium. Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 104 (29), 12023–12028.
  11. Kim S., Ahn H., Kim D., Cho S.W., Kim S. 2024. OTOP1: A new candidate gene for non-syndromic peg lateralis. Research Square. doi: 10.21203/rs.3.rs-3811797/v1.
  12. Tu Y.H., Liu N., Xiao C., Gavrilova O., Reitman M.L. 2023. Loss of Otopetrin 1 affects thermoregulation during fasting in mice. Plos One. 18 (10), e0292610.
  13. Chang W.W., Matt A.S., Schewe M., Musinszki M., Grüssel S., Brandenburg J., Garfield D., Bleich M., Baukrowitz T., Hu M.Y. 2021. An otopetrin family proton channel promotes cellular acid efflux critical for biomineralization in a marine calcifier. Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 118 (30), e2101378118.
  14. Liman E.R., Kinnamon S.C. 2021. Sour taste: Receptors, cells and circuits. Curr. Opin. Physiol. 20, 8–15.
  15. Li B., Wang Y., Castro A., Ng C., Wang Z., Chaudhry H., Agbaje Z., Ulloa G.A., Yu Y. 2022. The roles of two extracellular loops in proton sensing and permeation in human Otop1 proton channel. Commun. Biol. 5, 1110.
  16. Taruno A., Nomura K., Kusakizako T., Ma Z., Nureki O., Foskett J.K. 2021. Taste transduction and channel synapses in taste buds. Pflügers Arch. – Eur. J. Physiol. 473, 3–13.
  17. Yoshida R., Miyauchi A., Yasuo T., Jyotaki M., Murata Y., Yasumatsu K., Shigemura N., Yanagawa Y., Obata K., Ueno H., Margolskee R.F. 2009. Discrimination of taste qualities among mouse fungiform taste bud cells. J. Physiol. 587 (18), 4425–4439.
  18. Chang R.B., Waters H., Liman E.R. 2010. A proton current drives action potentials in genetically identified sour taste cells. Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 107(51), 22320–22325.
  19. Teng B., Wilson C.E., Tu Y.H., Joshi N.R., Kinnamon S.C., Liman E.R. 2019. Cellular and neural responses to sour stimuli require the proton channel Otop1. Curr. Biol. 29 (21), 3647–3656.
  20. Liang Z., Wilson C.E., Teng B., Kinnamon S.C., Liman E.R. 2023. The proton channel OTOP1 is a sensor for the taste of ammonium chloride. Nat. Comm. 14 (1), 6194.
  21. Tian L., Zhang H., Yang S., Luo A., Kamau P.M., Hu J., Luo L., Lai R. 2023. Vertebrate OTOP1 is also an alkali-activated channel. Nat. Comm. 14 (1), 26.
  22. Sakmann B., Neher E. (ed.). 2009. Single-channel recording. 2nd ed. New York etc.: Springer-Science and Business Media. 700 p.
  23. Machtens J.-Ph., Fahlke C., Kovermann P. 2011. Noise analysis to study unitary properties of transporter-associated ion channels. Channels. 5 (6), 468–474.
  24. Teng B., Kaplan J.P., Liang Z., Chyung K.S., Goldschen-Ohm M.P., Liman E.R. 2023. Zinc activation of OTOP proton channels identifies structural elements of the gating apparatus. Elife. 12, e85317.
  25. Bushman J.D., Ye W., Liman E.R. 2015. A proton current associated with sour taste: Distribution and functional properties. FASEB J. 29, 3014–3026.
  26. Hughes M.P. 2024. The cellular zeta potential: cell electrophysiology beyond the membrane. Integr. Biol. 16, 1–11.
  27. Teng B., Kaplan J.P., Liang Z., Krieger Z., Tu Y.H., Burendei B., Ward A.B., Liman E.R. 2022. Structural motifs for subtype-specific pH-sensitive gating of vertebrate otopetrin proton channels. eLife. 11, 77946.
  28. Hille B. 1992. Ionic channels of excitable membranes. 2nd ed. Sunderland: Sinauer Associates, Inc. 607 p.
  29. Ohtubo Y. 2021. Slow recovery from the inactivation of voltage-gated sodium channel Nav1.3 in mouse taste receptor cells. Pflügers Archiv – Eur. J. Physiol. 473 (6), 953–968.
  30. Saotome K., Teng B., Tsui C.C., Lee W.H., Tu Y.H., Kaplan J.P., Sansom M.S.P., Liman E.R., Ward A.B. 2019. Structures of the otopetrin proton channels Otop1 and Otop3. Nat. Struct. Mol. Biol. 26, 518–525.
  31. Chen Q., Zeng W., She J., Bai X.C., Jiang Y. 2019. Structural and functional characterization of an otopetrin family proton channel. Elife. 8, e46710.
  32. Delemotte L. 2019. Outlining the proton-conduction pathway in otopetrin channels. Nat. Struct. Mol. Biol. 26 (7), 528–530.
  33. Kratochvil H.T., Watkins L.C., Mravic M., Thomaston J.L., Nicoludis J.M., Somberg N.H., Liu L., Hong M., Voth G.A., DeGrado W.F. 2023. Transient water wires mediate selective proton transport in designed channel proteins. Nat. Chem. 15 (7), 1012–1021.
  34. Levitz J., Royal P., Comoglio Y., Wdziekonski B., Schaub S., Clemens D.M., Isacoff E.Y., Sandoz G. 2016. Heterodimerization within the TREK channel subfamily produces a diverse family of highly regulated potassium channels. Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 113 (15), 4194–4199.
  35. Islam M.M., Sasaki O., Yano-Nashimoto S., Okamatsu-Ogura Y., Yamaguchi S. 2023. Cibacron blue 3G-A is a novel inhibitor of Otopetrin 1 (OTOP1), a proton channel. Biochem. Biophys. Res. Comm. 665, 64–70.
  36. Kim E., Hyrc K.L., Speck J., Salles F.T., Lundberg Y.W., Goldberg M.P., Kachar B., Warchol M.E., Ornitz D.M. 2011. Missense mutations in Otopetrin 1 affect subcellular localization and inhibition of purinergic signaling in vestibular supporting cells. Mol. Cell. Neurosci. 46 (3), 655–661.
  37. Kariev A.M., Green M.E. 2019. Quantum calculation of proton and other charge transfer steps in voltage sensing in the Kv1.2 channel. The Journal of Physical Chemistry B, 123 (38), 7984–7998.
  38. Weiner I.D., Verlander J.W. 2017. Ammonia transporters and their role in acid-base balance. Physiol. Rev. 97 (2), 465–494.
  39. Richards T.W. 2002. The relation of the taste of acids to their degree of dissociation. J. Phys. Chem. 4 (3), 207–211.
  40. Сладков К.Д., Колесников С.С. 2023. Модель молекулярного сенсора протона. Биол. мембраны. 40 (3), 188–193.
  41. Graham I., Duke T. 2005. The logical repertoire of ligand-binding proteins. Phys. Biol. 2 (3), 159.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис.1 Ответы клеток HEK-293, экспрессирующих OTOP1 мыши (а), человека (б), цыпленка (в) или зебры-фиш (г) на аппликацию стимула с pHo 5.5 или pHi 8.1, как показано в (а) (модифицировано из [20] по лицензии Creative Commons Attribution 4.0 International License).

Скачать (409KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Величина проводимости канала OTOP1, экспрессированного в HEK-293, при разных трансмембранных градиентах протона. Данные по кислым и щелочным стимулам [21] и NH4+-стимулам [20] получены делением величины тока в пике на величину протондвижущей силы [21].

Скачать (126KB)
Метаданные
4. Рис. 3. а – OTOP1 содержит 12 трансмембранных спиралей. б – Схематическое изображение образуемых спиралями α-бочек и петель, соединяющих трансмембранные спирали 5–6 (показано красным) и 11–12 (фиолетовым).

Скачать (471KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Структура OTOP1 (вид с наружной стороны мембраны). Возможные транспортные пути протона отмечены цифрами 1–9. Как показано в работе [30], пути 4–6 закрыты молекулами холестерина, остальные пути образуют водные цепочки.

Скачать (605KB)
Метаданные
6. Рис. 5. Аминокислоты, точечные мутации в которых приводят к изменению функции канала OTOP1, выделены цветом. Аминокислотные остатки, выделенные красным, приводят к исчезновению токов, инициированных кислыми стимулами, синим – щелочными. Выделенные розовым остатки модулируют ответы на кислые стимулы, а выделенные фиолетовым – меняют уровень экспрессии белка.

Скачать (479KB)
Метаданные
7. Рис. 6. Постоянные времени активации тока через OTOP1, инициированного стимулами с различным pHо.

Скачать (92KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024