Морфогенез in vitro в каллусах лаванды узколистной Lavandula angustifolia Mill.: гистологические аспекты

Обложка

Цитировать

Полный текст

Аннотация

Впервые описаны гистологические события, происходящие в каллусах Lavandula angustifolia Mill. на начальных этапах культивирования in vitro (1 пассаж). Установлено, что неморфогенный каллус представлен главным образом паренхимной тканью с немногочисленными морфогенетическими очагами, по преимуществу дегенерировавшими. В морфогенных каллусах выявлены такие пути морфогенеза in vitro, как органогенез de novo и непрямой соматический эмбриогенез in vitro, а также отмечены множественные развивающиеся морфогенетические очаги. Обсуждается вопрос реализации свойств плюри- и тотипотентности каллусных клеток in vitro. Гистологические данные могут быть использованы при выборе направленности применения полученных из каллусов регенерантов этого ценного эфиромасличного и лекарственного растения в различных клеточных технологиях.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Н. Н. Круглова

НИИ сельского хозяйства Крыма; Уфимский Институт биологии – обособленное структурное подразделение УФИЦ РАН

Автор, ответственный за переписку.
Email: kruglova@anrb.ru
Россия, Симферополь; Уфа

А. Е. Зинатуллина

НИИ сельского хозяйства Крыма; Уфимский Институт биологии – обособленное структурное подразделение УФИЦ РАН

Email: kruglova@anrb.ru
Россия, Симферополь; Уфа

Н. А. Егорова

НИИ сельского хозяйства Крыма

Email: kruglova@anrb.ru
Россия, Симферополь

Список литературы

  1. Батыгина Т. Б. Биология развития растений. Симфония жизни. СПб.: Изд-во ДЕАН, 2014. 712 с.
  2. Бутенко Р. Г. Биология клеток высших растений in vitro и биотехнологии на их основе. М.: ФБК-ПРЕСС, 1999. 160 с.
  3. Зинатуллина А. Е. Феномен гемморизогенеза как типа органогенеза in vitro в биотехнологических исследованиях хлебных злаков // Экобиотех. 2019. Т. 2. № 2. C. 116—127. DOI: 10.31163/ 2618-964X-2019-2-2-116-127.
  4. Зинатуллина А. Е. Цитофизиологические особенности контрастных типов каллусов in vitro // Успехи соврем. биол. 2020. Т. 140. № 2. С. 183—194.
  5. Зинатуллина А. Е. Формирование морфогенетических очагов как основа гемморизогенеза in vitro в зародышевых каллусах пшеницы // Экобиотех. 2023. Т. 6. № 2. С. 81—90. doi: 10.31163/2618-964X-2023-6-2-81-90.
  6. Егорова Н. А. Биотехнология эфиромасличных растений: создание новых форм и микроразмножение in vitro. Симферополь: ИД “Автограф”, 2021. 315 с.
  7. Калинин Ф. Л., Сарнацкая В. В., Полищук В. Е. Методы культуры тканей в физиологии и биохимии. Киев: Наукова думка, 1980. 468 с.
  8. Паштецкий В. С., Невкрытая Н. В., Мишнев А. В., Назаренко Л. Г. Эфиромасличная отрасль Крыма. Вчера, сегодня, завтра. Симферополь: ИТ “Ариал”, 2018. 320 с.
  9. Световой микроскоп как инструмент в биотехнологии растений / Н. Н. Круглова, О. В. Егорова, О. А. Сельдимирова, Д. Ю. Зайцев, А. Е. Зинатуллина. Уфа: Гилем, 2013. 128 с.
  10. Al-Tai A.A.R., Mohammed A. A. Production of Lavender (Lavandula Angustifolia) Plants from Somatic Embryos Developed from its Seedlings Leaf Callus // Raf. J. Sci. 2022. V. 31. № 4. P. 12—19. doi: 10.33899/RJS.2022.176073.
  11. Alwash B. M.J., Salman Z. O., Hamad S. F. Qualitative and quantitative evaluation of active constituents in callus of Lavandula angustifolia plant in vitro // Bagh. Sci. J. 2020. V. 17. № 2. P. 591—598. doi: 10.21123/bsj.2020.17.2(SI).0591.
  12. Asadi-Aghbolaghi M., Dedicova B., Ranade S. S., Le K.-C., Sharifzadeh F., Omidi M., Egertsdotter U. Protocol development for somatic embryogenesis, SSR markers and genetic modification of Stipagrostis pennata (Trin.) De Winter // Plant Methods. 2021. V. 17. № 70. doi: 10.1186/s13007—021—00768—9.
  13. Bidabadi S. S., Jain S. M. Cellular, Molecular, and Physiological Aspects of In Vitro Plant Regeneration // Plants. 2020. V. 9. doi: 10.3390/plants9060702.
  14. Castillo P., Marquez J., Rubluo A., Georgina Hernandez G., Lara M. Plant regeneration from callus and suspension cultures of Valeriana edulis ssp. procera via simultaneous organogenesis and somatic embryogenesis // Plant Sci. 2000. V. 151. № 2. P. 115—119. doi: 10.1016/s0168—9452(99)00203—4.
  15. Claßen-Bockhoff R., De Craene L.P.R., Becker A. Editorial: From Meristems to Floral Diversity: Developmental Options and Constraints // Front. Ecol. Evol. Sec. Evol. Dev. Biol. 2021. V. 9. doi: 10.3389/fevo.2021.637954.
  16. de Almeida M., Graner E. M., Brondani G. E., de Oliveira L. S., Artioli F. A., de Almeida L. V., Leone G. F., Baccarin F. J.B., de Oliveira A. P., Cordeiro G. M., Oberschelp G. P.L., Batagin-Piotto K. D. Plant morphogenesis: Theorical bases // Adv. Forest. Sci. 2015. V. 2. P. 13—22. doi: 10.34062/afs.v2i1.2363.
  17. Devasigamani L., Devarajan R., Loganathan R., Rafath H., Padman M., Giridhar L., Kuppan N. Lavandula angustifolia L. plants regeneration from in vitro leaf explants-derived callus as conservation strategy // Biotecn. Veg. 2020. V. 20. № 2. P. 75—82.
  18. Falk L., Biswas K., Boeckelmann A., Lane A., Mahmoud S. S. An efficient method for the micropropagation of lavenders: regeneration of a unique mutant // J. Essent. Oil Res. 2009. V. 21. № 3. Р. 225—228. doi: 10.1080/10412905.2009.9700154.
  19. Feher A. Callus, Dedifferentiation, Totipotency, Somatic Embryogenesis: What These Terms Mean in the Era of Molecular Plant Biology? // Front. Plant Sci. 2019. V. 26. doi: 10.3389/fpls.2019.00536.
  20. Gaarslev N., Swinnen G., Soyk S. Meristem transitions and plant architecture — learning from domestication for crop breeding // Plant Physiol. 2021. V. 187. № 3. P. 1045—1056. doi: 10.1093/plphys/kiab388.
  21. Gordon-Kamm B., Sardesai N., Arling M., Lowe K., Hoerster G., Betts S., Jones T. Using Morphogenic Genes to Improve and Regeneration of Transgenic Plants // Plants. 2019. V. 8. doi: 10.3390/plants8020038.
  22. Gorpenchenko T. Y., Kiselev K. V., Bulgakov V. P., Tchernoded G. K., Bragina, E.A., Khodakovskaya M. V., Koren O. G., Batygina T. B., Zhuravlev Yu. N. The Agrobacterium rhizogenes rolC-gene-induced somatic embryogenesis and shoot organogenesis in Panax ginseng transformed calluses // Planta. 2006. V. 223. № 3. P. 457—467. doi: 10.1007/s00425-005-0102-2.
  23. Ikeuchi M., Iwase A., Ito T., Tanaka H., Favero D. S., Kawamura A., Sakamoto S., Wakazaki M., Tameshige T., Fujii H., Hashimoto N., Suzuki T., Hotta K., Toyooka K., Mitsuda N., Sugimoto K. Wound-inducible WUSEL-RELEATED HOMEOBOX 13 is required for callus growth and organ reconnection // Plant Physiol. 2022. V. 188. № 1. P. 425—441. doi: 10.1093/plphys/kiab510.
  24. Istiaq A., Ohta K. Ribosome-Induced Cellular Multipotency, an Emerging Avenue in Cell Fate Reversal // Cells. 2021. V. 10. № 9. doi: 10.3390/cells10092276.
  25. Kruglova N. N., Titova G. E., Seldimirova O. A. Callusogenesis as an in vitro Morphogenesis Pathway in Сereals // Russ. J. Dev. Biol. 2018. V. 49. № 5. P. 245—259. doi: 10.1134/S106236041805003X.
  26. Kruglova N. N., Titova G. E., Seldimirova O. A., Zinatullina A. E. Cytophysiological features of the Cereal-based Experimental System “Embryo In Vivo — Callus In Vitro” // Russ. J. Dev. Biol. 2021. V. 52. № 4. P. 199—214. doi: 10.1134/S1062360421040044.
  27. Kruglova N., Zinatullina A., Yegorova N. Histological Approach to the Study of Morphogenesis in Callus Cultures In Vitro: A Review // Int. J. Plant Biol. 2023. V. 14. № 2. P. 533—545. doi: 10.3390/ijpb14020042.
  28. Lee K., Kim J. H., Park O. S., Jung Y. J., Seo P. Ectopic expression of WOX5 promoters cytokinin signaling and de novo shoot regeneration // Plant Cell Rep. 2022. V. 41. № 12. P. 2415—2422. doi: 10.1007/s00299-022-02932-4.
  29. Liang H., Xiong Y., Guo B., Yan H., Jian S., Ren H., Zhang X., Li Y., Zeng S., Wu K., Zheng F., da Silva J. A.T., Xiong Y., Ma G. Shoot organogenesis and somatic embryogenesis from leaf and root explants of Scaevola sericea // Sci. Rep. 2020. V. 10. № 1. doi: 10.1038/s41598-020-68084-1.
  30. Lü J., Chen R., Zhang M., da Silva T., Ma G. Plant regeneration via somatic embryogenesis and shoot organogenesis from immature cotyledons of Camellia nitidissima Chi. // Plant Physiol. 2013. V. 170. № 13. P. 1202—1211. doi: 10.1016/j.jplph.2013.03.019.
  31. Mitrofanova I. V., Lesnikova-Sedoshenko N.P., Kuzmina T. N., Chelombit S. V., Mitrofanova O. V. In vitro direct and indirect regeneration of promising lavandin cultivars // Acta Hortic. 2020. V. 1285. P. 213—219. doi: 10.17660/ActaHortic.2020.1285.32.
  32. Mitrofanova I., Ivanova N., Kuzmina T., Mitrofanova O., Zubkova N. In vitro Regeneration of Clematis Plants in the Nikita Botanical Garden via Somatic Embryogenesis and Organogenesis // Front. Plant Sci. 2021. V. 12. doi: 10.3389/fpls.2021.541171.
  33. Müller-Xing R., Xing Q. The plant stem-cell niche and pluripotency: 15 years of an epigenetic perspective // Front. Plant Sci. 2022. V. 13. doi: 10.3389/fpls.2022.1018559.
  34. Murashige Т., Skoog F. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco cultures // Physiol. Plant. 1962. V. 15. P. 473—497. doi: 10.1111/j.1399-3054.1962.tb08052.x.
  35. Nikolakaki A., Christodoulakis N. S. Histological investigations of the leaf and leaf-originated calli of Lavandula vera L. // Isr. J. Plant Sci. 2006. V. 54. № 4. P. 281—290. doi: 10.1560/IJPS_54_4_281.
  36. Osborne D., McManus M. Hormones, Signals and Target Cells in Plant Development. Cambridge: Cambridge Univ. Press, 2009. 268 p.
  37. Ouyang Y., Chen Y., Lü J., da Silva T. J.A., Zhang X., Ma G. Somatic embryogenesis and enhanced shoot organogenesis in Metabriggsia ovalifolia W. T. Wang // Sci. Rep. 2016. V. 6. doi: 10.1038/srep24662.
  38. Salehi B., Mnayer D., Özçelik B., Altin G., Kasapoğlu K. N., Daskaya-Dikmen C., Sharifi-Rad M., Selamoglu Z., Acharya K., Sen S., Matthews K. R., Fokou P. V.T., Sharopov F., Setzer W. N., Martorell M., Sharifi-Rad J. Plants of the Genus Lavandula: From Farm to Pharmacy // Nat. Prod. Comm. 2018. V. 13. № 10. P. 1385—1402. doi: 10.1177/1934578X1801301037.
  39. Seldimirova O. A., Kudoyarova G. R., Kruglova N. N., Zaytsev D. Yu., Veselov S. Yu. Changes in distribution of cytokinins and auxins in cell during callus induction and organogenesis in vitro in immature embryo culture of wheat // In Vitro Cell Dev. Biol. Plant. 2016a. V. 52. № 3. P. 251—264. doi: 10.1007/s11627-016-9767-4.
  40. Seldimirova O. A., Titova G. E., Kruglova N. N. A Complex Morpho-Histological Approach to the In Vitro Study of Morphogenic Structures in a Wheat Anther Culture // Biol. Bull. 2016b. V. 43. № 2. P. 121—126. doi: 10.1134/S1062359016020084.
  41. Shin J., Bae S., Seo P. J. De novo shoot organogenesis during plant regeneration // J. Exp. Bot. 2020. V. 71. № 1. P. 63—72. doi: 10.1093/jxb/erz395.
  42. Shin S. Y., Choi Y., Kim S.-G., Park S.-J., Moon K.-B., Kim H.-S., Jeon J. H., Cho H. S., Lee H.-J. Submergence promotes auxin-induced callus formation through ethylene-mediated post-transcriptional control of auxin receptors // Mol. Plant. 2022. V. 15. № 12. P. 1947—1961. doi: 10.1016/j.molp.2022.11.001.
  43. Su Y. H., Tang L. P., Zhao X. Y., Zhang X. S. Plant cell totipotency: Insights into cellular reprogramming // J. Integr. Plant Biol. 2020. V. 63. № 1. doi: 10.1111/jipb.12972.
  44. Wang W., Zhao X., Zhuang G., Wang S., Chen F. Simple hormonal regulation of somatic embryogenesis and/or shoot organogenesis in caryopsis cultures of Pogonatherum paniceum (Poaceae) // Plant Cell Tiss. Organ Cult. 2008. V. 95. P. 57—67. doi: 10.1007/s11240-008-9414-9.
  45. Wolpert L. Positional information and Pattern Formation // Curr. Top. Dev. Biol. 2016. V. 117. P. 597—608. doi: 10.1016/bs.ctdb.2015.11.008.
  46. Xu C., Hu Y. The molecular regulation of cell pluripotency in plants // aBIOTECH. 2020. V. 1. P. 169—177. doi: 10.1007/s42994-020-00028-9.
  47. Zhai N., Xu L. Pluripotency acquisition in the middle cell layer of callus is required for organ regeneration // Nat. Plants. 2021. V. 7. № 11. P. 1453—1460. doi: 10.1038/s41477-021-01015-8.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Первичные неморфогенные (а) и морфогенные (б) каллусы L. angustifolia. Условные обозначения: ЛЭ — листовой эксплант; МК — морфогенный каллус; НМК — неморфогенный каллус. Масштаб: 10 мм

Скачать (206KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Неморфогенные каллусы L. angustifolia 1 пассажа: а — общий вид; б — участки паренхимной ткани (продольный срез); в — заложившиеся морфогенетические очаги (поперечный срез); г — дегенерировавшие морфогенетические очаги (поперечный срез). Условные обозначения: ДМО — дегенерирующий морфогенетический очаг, ЗМО — заложившийся морфогенетический очаг. Масштаб: а — 5 мм, б — 200 мкм, в, г — 50 мкм

Скачать (688KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Морфогенные каллусы L. angustifolia 1 пассажа: общий вид (а); зачаток почки (б); сформированный апекс почки (в, г); примордии листа 1 порядка (д), почка (е); лист (ж). Все срезы продольные. Условные обозначения: АП — апекс почки, ЗП — зачаток почки, Л — лист, МК — морфогенный каллус, П — почка, ПЛ — примордий листа 1 порядка. Масштаб: а — 5 мм, б, г — 50 мкм, в, д — 100 мкм, е, ж — 200 мкм

Скачать (413KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Соматические зародыши ранних стадий эмбриогенеза в морфогенных каллусах L. angustifolia 1 пассажа: глобулярный (а, б), переходный к сердечковидному (в), сердечковидный (г) зародыши. Все срезы продольные. Условные обозначения: МК — морфогенный каллус, СЗ — соматический зародыш. Масштаб: а–в — 100 мкм, г — 200 мкм

Скачать (701KB)
Метаданные
6. Рис. 5. Морфогенетические очаги в толще морфогенных каллусов 1 пассажа L. angustifolia: а, б — поперечные срезы, в, г — продольные срезы. Условные обозначения: ЗМО — заложившийся морфогенетический очаг, МЗП — меристематическая зона почки, МК — морфогенный каллус, СфМО — сформированный морфогенетический очаг. Масштаб: а–в — 100 мкм, г — 200 мкм

Скачать (863KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024